PDX动物模型
人源肿瘤异种移植（Patient-Derived Tumor Xenograft, PDX）模型被广泛用于癌症研究，以模拟疾病的进展、行为及对治疗的反应。PDX模型是指将人类肿瘤样本（如癌细胞）移植到免疫缺陷宿主（如小鼠）构建的体内模型，可被用于肿瘤特性评估等用途。1
PDX模型的应用价值
PDX模型是转化医学尝试的核心之一，因为其有助于弥合体外基础医学研究与临床之间的缝隙。它们提供了对肿瘤生物学、药物疗效和抗药性机制的深入了解，为开发更有效的靶向治疗干预措施（如细胞疗法）提供了支持。
事实证明，PDX模型在探索化疗敏感性及耐药性相关靶点方面非常有用。有研究显示，在PDX模型指导下接受化疗的胆囊癌患者的总生存期和无病生存期都有所提高4。此外，PDX模型还帮助研究人员更好地了解癌症对靶向疗法的分子特征2, 3。另一方面，细胞系来源的异体移植肿瘤（Cell line-derived xenografts, CDX）模型作为一种早期筛选工具，在确定药物细胞毒性方面具有重要价值，可指导在更具代表性的模型（如PDX模型）中进行进一步评估4。
PDX模型应用面临的挑战
尽管PDX模型在癌症研究中非常重要，但在实施过程中也面临着巨大的挑战，可能会阻碍其有效性。一个关键的障碍出现在原代肿瘤样本接种到小鼠体内（P0代）期间，而这一阶段的失败意味着失去样本和探索特定癌症或受试者模型的机会。成功接种后就可以进展到P1代，扩大并稳定模型，但失败也会导致失去潜在的研究机会5。
PDX模型通常表现为相对较低且变化范畴很大的移植效率，从而限制了疾病模型的构建，且增加了受试动物的变异可能性。例如，一项研究报告称，113例乳腺癌患者样本的总体移植成功率仅为27.4% 6。这种低效率往往会需要研究人员大量取样，从而产生问题。因为在PDX模型中，可用的细胞数量往往有限，有时质量还会很低（如低细胞活率）。低效移植造成的变异性使数据分析更加复杂化，而且往往需要额外的重复，进一步增加了所用动物的数量，也提高了成本。
监管和伦理方面的考虑也有着重要影响，尤其是在英国等管制严格的国家或地区。NC3Rs等组织提倡减少实验动物的使用，优化实验协议以尽量减少动物的痛苦，并在可能的情况下取代动物模型7。因此，研究人员的最佳做法是避免过度取样，以及尽可能减少动物的使用。
解析PDX模型应用的挑战
要缩短周转时间、控制变异性和减少动物用量，关键是要实现高效的疾病移植，以及在不同模型间实现一致的模型复制。虽然移植成功与否取决于一系列不可控因素，如样本的化疗暴露、细胞来源和肿瘤分级等 6, 8, 9。但已有证据表明，使用高活率细胞样本可支持移植成功率提升，进而促进疾病模型的快速进展10, 11 。通过高效富集样本中最有活力的细胞群，并在肿瘤组织解离后清除死细胞与细胞碎片，可以最大限度地减少毒性效应，提高移植效率。这些改进不仅能减少每只动物注射所需的起始细胞数量，还能更有效、更快速地促进疾病模型进展。最终，这种方法可以最大限度地提高动物实验的效率和迎合伦理要求。
利用悬浮技术克服PDX模型应用的挑战
为了提高异种移植模型的效果，研究人员需要一种细胞分离方法，既能将有活力的细胞与无活力的细胞区分开来，又不损害细胞原生状态。然而离心等传统细胞分离方法往往难以满足这样的要求。革新性的悬浮技术（Levitation TechnologyTM）提供了一种解决方案：它能在磁场中将细胞悬浮在顺磁溶液中，快速、高效地将活细胞与死细胞、细胞碎片分离，同时保留细胞的原生状态。LeviCell® 系统利用这一技术提高了啮齿动物移植前细胞样本的活力与质量，从而提高了移植效率和疾病进展。这样就能生成更稳定、均一的PDX模型，且将每只动物注射所需细胞数量降低至少1个数量级，提高效率和生产率，同时最大限度地减少动物使用数量。
加州大学旧金山分校（UCSF）肿瘤学副教授Ernesto Diaz-Flores博士已成功地将悬浮技术整合到其团队的高风险白血病PDX模型工作流程中。此前，该研究小组的工作流程是向小鼠注射一到两百万个不同活力的细胞，5周后达到80%的接种成功率和50%的疾病进展率；在整合LeviCell®到工作流程中后，细胞活率可提升至95%，从而将所需细胞数量减少到了10万个，并实现了100%的移植率和疾病进展率。这不仅将完成细胞接种的时间从10周减半到5周，还提高了实验室的生产效率和PDX模型的可重复性，以准确反映了疾病的异质性。
- Jin J, Yoshimura K, Sewastjanow-Silva M, Song S, et al. Challenges and Prospects of Patient-Derived Xenografts for Cancer Research. Cancers. 2023;15(17):4352.
- Russo M, Crisafulli G, Sogari A, et al. Adaptive mutability of colorectal cancers in response to targeted therapies. Science. 2019;366(6472):1473-1480.
- Chen Z, Huang W, Tian T, et al. Characterization and validation of potential therapeutic targets based on the molecular signature of patient-derived xenografts in gastric cancer. J Hematol OncolJ Hematol Oncol. 2018;11(1):20.
- Chen Z, Huang W, Tian T, et al. Characterization and validation of potential therapeutic targets based on the molecular signature of patient-derived xenografts in gastric cancer. J Hematol OncolJ Hematol Oncol. 2018;11(1):20.
- Lee J, Lee G, Park HS, et al. Factors associated with engraftment success of patient-derived xenografts of breast cancer. Breast Cancer Res. 2024;26(1):49.
- Yu J, Qin B, Moyer AM, et al. Establishing and characterizing patient-derived xenografts using pre-chemotherapy percutaneous biopsy and post-chemotherapy surgical samples from a prospective neoadjuvant breast cancer study. Breast Cancer Res. 2017;19(1):130.
- The 3Rs | NC3Rs. Accessed May 1, 2024. https://www.nc3rs.org.uk/who-we-are/3rs.
- Byrne AT, Alférez DG, Amant F, et al. Interrogating open issues in cancer precision medicine with patient-derived xenografts. Nat Rev Cancer. 2017;17(4):254-268.
- Jung HY, Kim TH, Lee JE, et al. PDX models of human lung squamous cell carcinoma: consideration of factors in preclinical and co-clinical applications. J Transl Med. 2020;18(1):307.
- Inoue, Deem, Kopetz, et al. Current and Future Horizons of Patient-Derived Xenograft Models in Colorectal Cancer Translational Research. Cancers. 2019;11(9):1321.
- Ezquer FE, Ezquer ME, Vicencio JM, et al. Two complementary strategies to improve cell engraftment in mesenchymal stem cell-based therapy: Increasing transplanted cell resistance and increasing tissue receptivity. Cell Adhes Migr. 2017;11(1):110-119.